 Fiche d'analyse descriptive | formes végétatives et kystiques des protozoaires
Cette étude aura lieu aux grossissements 100 (en repérage) puis 400 pour
identification voire 1000 (détails chromatiniens), soit à l'état frais, soit après
coloration et/ou concentration et doit suivre rigoureusement un plan précis.
A l'état frais :
Les formes végétatives (FV) peuvent être repérées par leur mobilité : émission de
pseudopodes qui "entraînent" le corps du parasite ou mouvements dus aux flagelles
et membrane ondulante.
Les kystes (K rencontrés dans les selles moulées) sont immobiles, plus réfringents,
possèdent une coque épaisse, nette et lisse et ont un nombre de noyaux en général
plus élevé que la FV.
Après coloration :
La coloration (sauf supra vitale) tue les parasites mais met en évidence certains
éléments dont en particulier la structure nucléaire qui permet la différentiation des
différentes espèces d'amibes :
• chromatine périphérique : régulière ou irrégulière, fine ou grossière,
• caryosome : position et taille.
L'étude se fera avec rigueur selon plusieurs critères
-Taille en µm (5 à 40)
o Forme en général arrondie, ovalaire et régulière pour les K, plus indéterminée
pour les FV,
• Nombre de noyaux (visibles pour les K mais pour les FV, seul Entamoeba coli a
un noyau visible à l'état frais),
! Contenu du cytoplasme : inclusions (cristalloïdes ou corps sidérophiles
disparaissant avec la maturité), vacuoles parfois iodophiles (nombre et taille)
surtout visibles dans les FV et les K immatures, globules rouges (amibe
hématophage : signe le caractère pathogène),
-Mobilité (si FV) :
Le mode de déplacement (pseudopode, flagelle, membrane ondulante, sillon de
torsion), la rapidité et la(es) direction(s) sont à prendre en compte, exemples :
- Amiboïde avec pseudopodes (large, court, en boules) rapide pour E.
histolytica et lente ou insignifiante pour les autres amibes,
- Ondulations, chute de feuille morte pour Giardia
- Toupie, mouvements rapides et saccadés pour Chilomastix
- Ligne droite et nage frétillante pour Trichomonas |
| Plan d'etude des differents stades des Plasmodium | en vue d'un diagnostic d'espèce
Cette étude aura lieu au grossissement 1000 sur un frottis mince réalisé sur un sang
frais (moins d'une ½ heure de contact avec un anticoagulant) coloré au May
Grünwald Giemsa. L'examen minutieux des hématies hôtes des parasites est
indispensable pour un diagnostic d'espèce et donc exclut l'utilisation de la technique
de la goutte épaisse dans ce but.
L'étude se fera avec rigueur selon plusieurs critères :
Richesse parasitaire
Les plus fortes richesses sont constatées lors d'une infection par P. falciparum.
P. vivax et ovale sont d'une richesse moyenne.
P. malariae donne un aspect plutôt pauvre.
Variété des formes parasitaires
Bigarré pour les autres espèces
• Etude des différents stades
- Trophozoïte : anneau très fin pour P. falciparum, plus large et déformé
pour les autres espèces
A noter pour P. malariae, la déformation en bande équatoriale pour le trophozoïte âgé et la possibilité
de pluriparasitisme pour P. falciparum.
- Schizonte : occupant la majeure partie de l'hématie pour vivax et ovale et
un peu plus que la moitié pour malariae et possédant au stade mûr (corps en
rosace), un nombre de futurs mérozoïtes élevé pour vivax (16), moyen pour
ovale et malariae avec pour ce dernier un positionnement régulier des
parasites (corps en marguerite)
- Gamétocyte : typique en banane ou faux pour P. falciparum et pour les
autres espèces, forme arrondie ou ovalaire avec pour tous un seul noyau
large.
A noter la présence, dans le parasite, d'un pigment noir, appelé pigment palustre provenant de la
dégradation de l'hémoglobine parsemant de plus en plus le cytoplasme en fonction de l'évolution.
- Aspect de l'hématie parasitée :
- Taille normale pour P. falciparum, augmentée pour P. vivax, diminuée
pour P. malariae et forme ovalisée et frangée pour P. ovale
-Inclusions : granulations de Schüffner (fines ponctuations azurophiles)
pour P. vivax et ovale (dès le stade trophozoïte pour ovale) et taches de
Maurer pour P. falciparum (pointillé bleuté) dans le trophozoïte âgé. : |
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| Plan d'étude des Oeufs d'hélminthes | Cette étude aura lieu aux grossissements 100 (en repérage) puis 400 pour
identification, soit à l'état frais, soit après concentration et doit suivre rigoureusement
un plan précis.:
taille : caractère relativement stable sauf chez certains oeufs atypiques (ascaris)
apprécié (ou éventuellement dans certains cas précis mesurée à l'aide d'un oculaire
gradué préalablement étalonné)
forme :
- le plus souvent ovalaire ou ronde (certains oeufs atypiques peuvent avoir des
formes très curieuses.
-symétrique ou non (exemple : l'asymétrie classique de l'œuf d'oxyure).
- coque
- contour :
- lisse ou irrégulier (ex : mamelonné‚ comme celle de l'ascaris).
- aspect :
- transparent,
- opaque,
-strié.
- sa couleur :
- incolore,
- du jaune au brun.
-! épaisseur :
- mince ou épaisse,
-simple ou double (décrire alors les contour, aspect, couleur et épaisseur de
chacune d'elles).
- éléments inconstants :
-opercule (douves, botriocéphale)
- éperon latéral ou terminal (schistosomes).
contenu
-Oeufs non fécondés, remplis de granulations réfringentes.
-Oeufs fécondés :
- non embryonné contenant
- une cellule germinative ou ovulaire,
- une cellule ovulaire et une cellule vitelline,
- des blastomères (maturation plus avancée),
- embryonné contenant un embryon
-vermiforme,
- gyriniforme (masse présentant un sillon),
- cilié ou miracidium (trématodes),
- hexacanthe (cestodes).
En conclusion, pour identifier un œuf, il faut procéder avec méthode et rechercher
toutes les caractéristiques afin de pouvoir confirmer l'identité de ce dernier en ne
perdant pas de vue que cet oeuf est un organisme structuré et harmonieux ceci pour
éviter la confusion avec les résidus digestifs . |
| Plan d'étude des microfilaires sanguines | en vue d'un diagnostic d'espèce
Cette étude aura lieu aux grossissements 400 et 1000 sur une goutte épaisse et un
frottis mince réalisé sur un sang frais (moins d'une ½ heure de contact avec un
anticoagulant) colorés au May Grünwald Giemsa. Attention à noter l'historique
géographique et l'heure de la prise de sang (périodicité variable de passage des
embryons dans le sang)
L'étude se fera avec rigueur selon plusieurs critères :
Goutte épaisse :
Cette technique permettant l'examen d'une plus grande quantité de sang après
hémolyse des globules rouges servira notamment à observer leur attitude
sinueuse pour Loa loa
en courbes harmonieuses pour Wuchereria bancrofti
Taille :
Grande pour Loa loa et Wuchereria bancrofti 250 à 300 µm sur 6 à 8 µm
Petite < 200 µm pour M. perstans
Présence d'une gaine
Les microfilaires lymphatiques et Loa loa possèdent une gaine (qui peut avoir été
abîmée par la technique) colorable en rose sauf Loa loa
Aspect des noyaux
-Partie antérieure : mesure de l'espace céphalique (long 6 µm pour Loa loa
et court 4 µm pour W. bancrofti)
- Partie postérieure : présence d'un noyau terminal (Loa loa) ou queue
- Taille et répartition des noyaux : gros et se chevauchant pour Loa loa, fins
et dispersés pour W. bancrofti
Présence d'un corps interne :
Situé au 2 /3 du corps, il est plus ou moins visible, coloré en rouge et unique ou
fragmenté en plusieurs éléments. Classiquement, il n'est visible que pour W.
bancrofti.
A noter qu'avant l'instauration d'un traitement, il est souvent nécessaire de réaliser
un dénombrement des embryons sanguins afin d'éviter les chocs anaphylactiques en
adaptant la dose médicamenteuse. Cette numération sera faite après dépôt d'une
quantité connue de sang sur un filtre, filtration et coloration au microscope. |
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